IgG抗体 篇1
1 原理及用途
本品是由预包被纯化狂犬病毒抗原的微孔板和抗犬Ig G酶标记物及其它组分配套组成, 应用间接酶联免疫法 (ELISA) 原理检测犬血清或血浆中抗狂犬病毒Ig G抗体, 适用于犬狂犬病毒的免疫效果监测和抗体水平调查。
2 试剂盒组成
包括:预包被狂犬病毒抗原的微孔板 (96孔) 1个;狂犬病毒Ig G抗体酶标记物、阳性对照、临界对照、阴性对照各1支;显色液A和显色液B以及终止液、浓缩洗涤液 (10倍) 各1瓶;样品稀释液2瓶。
3 实验所需器材
(1) 精确地单道微量移液器和多道微量移液器, 适用于吸取10~1000ul的液体。操作步骤中所要求的试剂移取体积要求移液器的误差不超过±5%。
(2) 一次性移液器吸头, 2ml离心管。
(3) 配制洗涤液用的500ml量筒。
(4) 96孔酶标仪, 带有450nm单波长的滤光片。
(5) 37℃的恒温箱。
(6) 滤纸、移液槽、振荡器、密封反应板的封膜、可盛放液体和消毒液的容器。
(7) 防护物品:防护服、口罩、手套等。
4 样品要求
犬血清样品必须无菌, 新鲜、清亮、透明、无溶血、无腐败, 不能反复冻融, 血清体积100ul。
5 实验步骤
(1) 将试剂盒从冰箱中取出放置室温平衡30min左右, 将试剂通过轻轻涡旋、旋转混合均匀。
(2) 洗涤液的稀释:浓缩洗涤液 (10倍) 恢复室温且充分混合确保结晶盐溶解。用蒸馏水或去离子水进行10倍稀释, 如:200ml的洗涤液需用20ml的浓缩洗涤液和180ml的去离子水充分混合配制而成。
(3) 稀释样品:将待检犬血清用样品稀释液做1:10稀释, 即取50ul犬血清加入到0.5ml样品稀释液中, 轻弹反应板或放在振荡器上震荡, 使之充分混合。
(4) 加样:取所需要量的预包被微孔板条固定于板架上, 依次加入稀释好的样品, 每孔加100ul;然后将阳性、阴性对照各加1孔, 临界对照加3孔, 每孔均加100ul;另留一空不加样品作空白对照孔。注意:加样的同时记录好各样品和阴阳对照及空白孔的次序或位置。剩余的板条放入密封袋中保存, 以备用。
(5) 样品的孵育:样品加完后, 用封板膜覆盖板条, 以免孔内液体蒸发或水珠滴入, 然后置于37℃的恒温箱中孵育30min。
(6) 洗板:从恒温箱中取出, 甩净孔中液体, 用稀释好的洗涤液加满每孔 (约300ul) , 停留1min后甩净、拍干反复洗板3次。
(7) 加酶:除空白对照外, 其余各孔垂直滴加酶标记物50ul (约1滴) , 混匀、封膜, 置于37℃的恒温箱中孵育30min。
(8) 显色:重复步骤6洗板3次, 拍干后每孔 (含空白孔) 垂直滴加显色液A﹑B各50ul (约1滴) 置于37℃的恒温箱避光显色10min。
(9) 终止和测定:每孔 (含空白孔) 立即加入终止液50ul (约1滴) , 混合后以空白孔调零, 用酶标仪450nm波长测定A值。
6 结果判定
(1) 在酶标仪上, 以空白孔调零, 450nm波长测定A值。实验成立条件:阴性对照值应≤0.10, 临界对照A值应>0.15, 否则实验不成立。
(2) 判定标准:若样品孔A值≥临界对照A值的平均值则判为阳性, 达到抗体保护水平;反之为阴性。
7 注意事项
(1) 本品仅用于体外诊断用, 供一次性使用。
(2) 处理样品和试剂盒的地方 (实验室) 禁止饮食和吸烟。
(3) 显色溶液对眼睛、呼吸系统、皮肤都有刺激作用, 在使用过程中避免接触眼睛和皮肤。穿防护服、戴防护眼罩及口罩。
(4) 不同批号的试剂不得混用。
(5) 待检血清染菌、严重溶血或高血脂可能引起错误结果, 应重新采样。
(6) 避免强光照到显色液, 或接触到氧化剂。盛放显色液的容器要用干净的玻璃或塑料器皿。
(7) 所有试剂一律放置2~8℃保存。用前恢复至室温 (约30min) , 用完后返回到2~8℃冰箱, 以便下次使用。
(8) 没有用完的微量反应板应贮存于自封带中, 于2~8℃冰箱中存放。
(9) 严格按照操作程序, 仔细地吸液、计时、充分洗涤, 对于获得精确和准确的结果是非常必要的。每个样品使用不同的吸头。洗板过程中, 甩水以及在吸水材料上扣板要轻, 否则易将板条甩掉。吸干后, 应尽快加入下1个试剂, 避免孔壁变干, 影响实验效果。
(10) 样品稀释时, 应先将稀释液移入离心管中, 然后再将待检血清移入盛有稀释液的离心管中。切记不要颠倒。
(11) 终止液加完后, 要立即进行酶标仪测定, 不要间隔时间过长, 以免影响实验效果。
(12) 使用处理各个试剂时要小心操作, 严防对试剂的污染以及对环境的污染。
(13) 在检测中, 试剂的准备应用蒸馏水或去离子水配置。
(14) 任何样品都应作为具有传染性样品对待, 用过的材料要进行无害化处理, 处理时遵照当地以及国家有关规定。
(15) 使用前应详细阅读使用说明书, 在有效期内使用, 这是最重要的一点。
IgG抗体 篇2
现有的琼脂免疫单扩散法具有操作简便、设备简单、测定成本较低、结果直观等优点。但扩散需时间较长, 扩散直径测量有误差, 导致结果差异较大, 因此要确保试验的准确性, 就得平行多测几个样本以减少误差, 工作量加大。而琼脂免疫双扩散法具有特异性强、准确、简单、费用低等特点, 但受温度、湿度影响较大, 结果也有误差。高效液相色谱法需要昂贵的仪器、样品前处理复杂、繁琐费时、检测费用高、不能现场操作。
单克隆抗体由于具有特异性强、均质性高等特点, 将其作为诊断试剂可以显著提高牛初乳IgG检测的特异性和敏感性, 因此在IgG检测中具有重要的应用价值。研究以标准IgG蛋白为免疫原免疫6周龄Balb/c雌性小鼠, 运用淋巴细胞杂交瘤技术, 通过间接ELISA筛选, 采用有限稀释法, 经过3次克隆筛选, 获得2株稳定分泌抗IgG蛋白的杂交瘤细胞株, 现报道如下。
1 材料
1.1 主要试剂
标准牛IgG 、HAT选择培养液、HT选择培养基、HRP羊抗鼠IgG、弗氏完全佐剂、弗氏不完全佐剂, Sigma公司产品; 聚乙二醇 (PEG) , Solarbio 公司产品;国产优级胎牛血清, 购自天津颧洋生物工程公司;其他化学试剂均为分析纯;多克隆抗体, 实验室自制。
1.2 细胞
SP2/ 0 骨髓瘤细胞, 中国农业科学院哈尔滨兽医研究所兽医生物技术国家重点实验室冻存。
1.3 小鼠
体重为18～22 g的雌性Balb/c小鼠及昆明鼠, 由哈尔滨兽医研究所实验动物中心提供。
2 方法
2.1 动物免疫
选择与所用骨髓瘤细胞同源的6～8周龄的Balb/c健康小鼠, 首次免疫时用标准IgG与等量弗氏完全佐剂充分乳化, 每只小鼠腹腔注射50～100 μg, 2～3周后用标准IgG与等量弗氏不完全佐剂充分乳化后进行第2次免疫;间隔2～3周后用标准IgG与等量弗氏不完全佐剂充分乳化后进行第3次免疫, 融合前3 d用不含佐剂标准IgG (50 μg/只) 加强免疫1次。
2.2 间接ELISA 检测方法的建立
采用方阵滴定法确定间接ELISA法所用包被抗原和抗体的最适工作浓度。对标准IgG抗原、Balb/c小鼠阳性血清和阴性血清均作倍比稀释, 同时设立SP2/0 细胞培养上清液及空白对照。选择OD490值在1.0左右, OD490值阳性对照 (P) /OD490值阴性对照 (N) 比值最大的抗原稀释浓度为最适工作浓度。
2.3 细胞融合
加强免疫后3天取小鼠脾细胞与SP2/0细胞, 按常规方法进行细胞融合, 用HAT选择培养液进行培养。
2.4 筛选与克隆
用间接ELISA法筛选分泌IgG抗体的阳性杂交瘤细胞, 所用的包被抗原为标准IgG。对筛选的阳性杂交瘤细胞克隆, 将检出的阳性孔杂交瘤细胞用有限稀释法再次克隆, 直到所有经有限稀释法检测的细胞均为阳性。最后选择OD值高、细胞活力好的单细胞孔细胞扩大培养。
2.5 单克隆抗体腹水的制备
取10～12周龄Balb/ c小鼠, 每只小鼠腹腔注射灭菌液体石蜡0.5 mL, 1周后每只小鼠腹腔注射5×105个杂交瘤细胞, 7～10 d后小鼠腹腔明显隆起, 采集腹水, 10 000 r/ min离心10 min, 去除油脂沉淀, 吸取上清液, 用ELISA法检测其效价, -70 ℃保存。
2.6 单克隆抗体的稳定性鉴定
杂交瘤细胞连续传代3个月及液氮冻存后复苏, 取培养液上清液制备腹水, 以间接ELISA法测其抗体效价, 以正常培养液为阴性对照。
2.7 抗体亚类鉴定
采用Sigma公司的免疫球蛋白标准亚类鉴定试剂盒鉴定亚类, 具体步骤参照试剂盒说明书。
3 结果
3.1 杂交瘤检测方法的建立
用标准IgG蛋白包被ELISA板, 采用方阵滴定法确定其最佳检测浓度, 结果表明抗原最佳稀释度为1∶800, 抗体最佳稀释度为1∶4 000, 结果见表1。
3.2 细胞培养液上清液和腹水效价的测定
采用间接ELISA法进行细胞培养液上清液和腹水效价测定, 结果见表2。
注:E7、D9为2株稳定分泌抗IgG蛋白的杂交瘤细胞株。
3.3 抗体亚类的鉴定
应用IgG亚类鉴定试剂及轻链类型鉴定试剂进行鉴定, 经间接ELISA检测发现, 2株杂交瘤细胞分泌的单克隆抗体均属于IgG1亚类, 轻链为λ, 具体见表3。
3.4 杂交瘤细胞稳定性
每隔1个月复苏1代冻存的杂交瘤细胞, 共复苏4代, 并且每代均制备腹水。结果表明, 2株杂交瘤细胞效价测定值均有所下降, 但变化较小, 说明这2株杂交瘤细胞稳定性较好, 具体见表4。
4 讨论
牛初乳是奶牛正常分娩后最初几天内所分泌的乳汁, 无论是在营养素方面还是在免疫组成上均与常乳存在极大差别。牛初乳中除了含有常乳中所具有的蛋白质、碳水化合物、脂肪、维生素和矿物质外, 还含有在常乳中根本不存在的或者是含量极微的寡糖、生长因子、抗微生物化合物和免疫调控物质[4,5,6]。这些抗微生物化合物和免疫调控物质主要包括免疫球蛋白、乳铁蛋白、乳过氧化物酶和溶菌酶, 它们共同形成了牛乳腺分泌物中重要的抗微生物体系[7,8]。免疫球蛋白是哺乳动物经抗原或免疫原 (如细菌和病毒) 刺激后产生的一类抗体, 用以保护机体免受微生物感染。富含免疫球蛋白的牛初乳也为免疫系统还不成熟的新生幼仔提供被动免疫保护[9,10]。牛初乳中IgG含量与其他生物活性物质含量具有一定的正相关性, 因此检测IgG含量是衡量牛初乳及其制品生物活性的最佳方法。
研究以标准IgG蛋白为免疫原, 免疫6周龄Balb/c雌性小鼠, 运用淋巴细胞杂交瘤技术, 通过间接ELISA法筛选, 采用有限稀释法, 经过3次克隆筛选, 获得2株稳定分泌抗IgG蛋白的杂交瘤细胞株, 为建立更为特异和灵敏的检测IgG含量方法奠定了重要基础。
参考文献
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IgG抗体 篇3
【关键词】肺炎支原体抗体；阳性率；临床应用
【中图分类号】R 446.6 【文献标识码】A 【文章编号】1004- 7484（2012）05- 0289- 01
肺炎支原體是一组以呼吸道损伤为主要表现的传染病，呼吸道及飞沫传播是主要的传播途径。故发病年龄主要在2-4岁。主要表现为：干咳、阵发性剧烈咳嗽，伴体温升高，有时出现呼吸困难，咽痛、头痛、胸骨下有压痛，影像学显示肺部有不同程度片状阴影。肺炎支原体是引起原发性非典型肺炎及其他呼吸道感染性疾病的常见病原体。支原体肺炎的发病率可占所有肺炎病例的20%---30%,除呼吸道外,尚引起其他系统严重的并发症,例如累及神经、心脏、关节等，由于肺炎支原体无细胞膜，作用于细胞膜的抗菌药物对其无杀伤作用。故感染的治疗与其他细菌和病毒感染的治疗方案不同，然而人体感染肺炎支原体后，临床症状不具有特异性，因此不进行病原学检查，很难将其与一般病毒和细菌引起的呼吸道感染相区别。因此，及时有效地进行肺炎支原体感染的实验室诊断十分重要，可及时指导临床治疗，进而预防可能发生的流行和并发症，
1 材料与方法
1.1 采用康华生物技术有限公司肺炎支原体抗体IgG、IgM检测试剂盒（胶体金法）以及配套的质控品、清洗液等。
1.2 对象：2011年来我院就诊的门诊和住院的诊断为上呼吸道感染伴咳嗽的患者，男性283例，女性211例，其中年龄最小是3个月!最大是78岁。按年龄分成三组：3月-4岁212例、4岁-15岁105例、15岁以上177例。
1.3 采集患者静脉血，分离血清用于肺炎支原体抗体IgG、IgM检测!检测数据统计见表1和表2
2 结果
2.1 494例患者血清中肺炎支原体抗体阳性者为118例，占总人数的23.89%，其中IgG抗体阳性者有55例，占总人数的11.14%；IgM抗体阳性者42例，占总人数比例的8.5%；IgG和IgM同时阳性者21例，占总人数比例的4.25%。见表1
2.2 各年龄组患者血清中肺炎支原体抗体阳性的结果见表2，从表2可知4岁—15岁组阳性率最高，高达46.67%，而3个月--4岁组阳性率最低。
3 讨论
3.1 肺炎支原体感染是一种多发的地方性流行病，一般潜伏期为2—3周，潜伏期时部分患者无明显症状，从而成为人群中典型的病原传播者。其病程较短，多数从发病到完全康复不超过3周，同时其发热期不超过1周。而且儿童感染肺炎支原体肺炎后，会累及心脏、肝脏、肾脏等，同时也有合并感染的病例，往往其病情较重有死亡的危险,发达国家已将肺炎支原体实验室诊断列为呼吸道感染性疾病检测项目。因为肺炎支原体感染临床表现缺乏特异性，故易与病毒性肺炎、支气管肺炎及肺结核等相混淆而延误治疗。
3.2 肺炎支原体抗体检测试剂盒（胶体金法）检测肺炎支原体抗体具有快速、简便、敏感性和特异性较好等优点，且无需特殊仪器设备，值得推广作为临床实验室筛查肺炎支原体感染的常规方法，对有肺炎支原体感染可疑征象的患者，尤其是呼吸道感染患者，应进行肺炎支原体抗体IgG、IgM的检测。特异性抗体IgM在病后1周内才可以升高，对于起病早期高度疑诊肺炎支原体感染的患者应进行动态检测，抽血时间最好延迟至起病1周后，如病情需要可提前至起病4-6天，在未到最佳检测时间前，可经验性给予大环内酯类抗生素，以免延误治疗。
3.3 从表2可见4-15岁组阳性率最高，3个月-4岁组阳性率最低，这可能因为4岁以下儿童机体免疫功能尚未完善，感染肺炎支原体后产生相应的抗体较慢，肺炎支原体抗体滴度就会出现较低甚至检测不出，而15岁以上患者机体免疫功能进一步完善，不易被肺炎支原体感染，故其阳性率较低。
今后，从我院的实际出发，进一步加强肺炎支原体抗体IgG、IgM检测在我院的推广，加深临床医生对其的认识，并将肺炎支原体实验室诊断列为呼吸道感染性疾病检测项目，指导临床治疗。
参考文献：
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IgG抗体 篇4
1 资料与方法
1.1 一般资料
选择2010年5月-2012年7月在昆明市延安医院进行检查的门诊孕妇341例。应用定量ELISA技术检测其HCMV-IgM及HCMV-IgG抗体,根据检测结果及妊娠史将之分为初次妊娠孕妇组(237例)及孕产史不良孕妇组(104例)。104例孕产史不良妇女中,习惯性流产47例,胚胎停止发育38例,胎儿畸形6例,死胎11例,智力低下儿2例。根据HCMV-IgG或IgM抗体测定结果又分为四组:A组IgM(-)/IgG(+);B组IgM(+)/IgG(+);C组IgM(+)/IgG(-);D组IgM(-)/IgG(-)。
1.2 标本采集与保存
所用孕产妇均为空腹静脉采血。抗体检测抽血4~5 ml,2 h内分离血清。-18~-20℃保存备用,一周内完成检测。HCMV-DNA检测抽血1 ml,EDTA抗凝,当天完成检测。所有检测由专人完成。
1.3 HCMV抗体定量检测及亲和力检测
采用定量ELISA技术检测孕妇血清中HCMV的IgM和IgG抗体、IgG亲和力试剂。试剂为德国Virion/serion(维润赛润)有限公司产品。酶标仪为美国Bio Rad公司产品。酶标检测定量判断软件由德国维润赛润公司提供。操作严格按照试剂说明书进行操作,每批样本检测均进行室内质控。质控品与样本同时检测,室内质控每次检测在控。
1.3.1 HCMV抗体阳性判断临界值
CMV-IgM为10~15 U/ml;CMV-IgG为25~40 U/ml;低于临界值下限的判断为阴性,高于临界值上限的判为阳性。并对可疑样本进行核实复查。
1.3.2 HCMV抗体亲和力指数的测定
通过上述检测判定为IgG阳性的血清样本,进行亲和力检测。根据维润赛润公司提供的软件计算样本的AI值。AI<45%为低亲和力抗体,表示原发性感染(少于4周)。AI介于45%~55%为中等亲和力抗体,AI>55%为高亲和力抗体,后两者提示既往HCMV感染(包括病毒再感染)。
1.4 FQ-PCR检测血清HCMV DNA
采用RV核酸扩增(PCR)荧光定量检测。试剂为中山医科大学达安基因公司产品。检测仪器为ABI prism 7000型核酸扩增实时荧光检测仪。操作严格按照试剂说明书提取DNA及PCR扩增。每次试验严格按照试剂盒提供的阳性标准品做标准曲线,试验设阴性、阳性及空白对照。
1.5 统计学处理
采用SPSS 17.0软件对数据进行统计学处理,多组样本间采用字2检验进行比较,检验水准α=0.05。
2 结果
2.1 各组间HCMV IgG亲和力指数检测结果见表1。
167例初次妊娠孕妇与95例孕产史不良孕妇抗体亲和力检测结果如表1所示,经字2检验,HCMV-IgG低亲和力样本孕产史不良孕妇所占比例显著高于初次妊娠孕妇,差异有统计学意义(字2=10.229,P<0.05)。初次妊娠A组中164例全为高亲和力样本,提示HCMV隐性感染。B组中3例样本中1例为低亲和力抗体,提示原发感染,2例为高亲和力抗体提示与继发感染有关。孕产史不良孕妇A组5例(6.25%)HCMV-IgG阳性患者为低亲和力抗体,提示HCMV原发感染后期。B组3例(20%)样本为低亲和力抗体,提示存在原发感染;4例样本为中等亲和力抗体,提示1-3月内的既往原发感染;8例样本为高亲和力抗体样本,提示与继发感染有关。
2.2 各组间HCMV-DNA检测结果见表2。
237例初次妊娠孕妇与104例孕产史不良孕妇HCMV-DNA检测结果如表2所示,经字2检验,孕产史不良孕妇阳性例数所占比例显著高于初次妊娠孕妇,差异有统计学意义(字2=60.567,P<0.05)。237例初次妊娠组中,有2例HCMV-DNA阳性。104例孕产史不良组中,有36例HCMV-DNA阳性均提示胎儿有感染风险。孕产史不良D组中,1例样本HCMV-DNA阳性,提示患者可能处于HCMV感染窗口期,抗体还未出现,但HCMV-DNA已可检测出。孕产史不良B组中,亲和力试验表明15例样本中有7例存在原发感染及1~3月内的既往原发感染,但HCMV-DNA中有9例样本阳性,表明继发感染中可能存在新毒株再次感染使HCMV-DNA可被检出。
3 讨论
我国孕妇中HCMV-IgG抗体阳性率高达80%~100%,孕妇感染HCMV可发生在妊娠的各个时期,可由原发感染和继发感染引起。以往HCMV-IgM一直被认为是HCMV活动性感染与潜伏性感染的评价指标[1]。本文中,对HCMV的原发与继发性感染进行了评估,目前检测HCMV-IgG亲和力广泛应用的检测方法即亲和力试剂法[2]。本文通过检测HCMV-IgM/IgG先筛选出341名孕妇,分组后通过检测IgG抗体亲和力指数评估两组孕妇HCMV的原发性感染及继发感染情况,同时对两组孕妇的血样进行HCMV-DNA检测,用以评估胎儿的感染风险。
巨细胞病毒是造成先天性伤害的最常见原因。在怀孕期间,母亲的HCMV原发感染对于胎儿的危险明显高于继发感染。因为巨细胞的继发感染同样会形成IgM抗体,所以不能单独通过检测病原体特异性IgM抗体来确定原发感染。Bodeus等[3]报道,IgG亲和力指数高的孕妇,即使IgM阳性,仍可判定为HCMV继发感染,不需要做产前诊断。此外,在巨细胞病毒IgM抗体测定时,经常能观察到和诸如疱疹病毒的交叉反应。因此,测定巨细胞病毒IgG抗体的亲和力可以作为重要证据,以此弄清HCMV IgM阳性结果是否和急性HCMV感染有关。通过对两组研究对象的HCMV-IgG阳性样本进行亲和力指数评估后发现,HCMV-IgG低亲和力样本中孕产史不良孕妇所占比例显著高于初次妊娠孕妇,差异有统计学意义。初次妊娠组中,0.42%为原发感染,70.04%为既往感染,其中隐性感染占69.20%。孕产史不良孕妇组中,7.69%为原发感染,22.12%为既往原发感染,61.54%为既往感染,其中隐性感染占53.85%。
荧光定量PCR技术是通过荧光信号的定量监测来实现PCR过程中产物的检测,并精确计算出PCR初始模板量,融合了PCR的敏感性、DNA杂交的特异性和光谱技术精确定量等优点。从两组研究对象的HCMV-DNA检测结果可以发现,孕产史不良孕妇阳性例数所占比例显著高于初次妊娠孕妇,差异有统计学意义。初次妊娠组阳性感染率为0.84%。孕产史不良孕妇组阳性感染率为36.54%。很显然,有不良孕产史孕妇HCMV感染率更高。Boppana等[4]对孕期HCMV感染致不良妊娠结局病例中HCMV分离株的gH基因测序并检测到了新的毒株。提示孕妇HCMV继发感染中由新毒株再次感染者,其宫内感染胎儿出生后多表现出临床症状。而体内潜在感染病毒被激活者,受累胎儿出生时则多无临床表现。本文中,孕产史不良孕妇B组中,亲和力指数试验表明15例样本中有7例存在原发感染及1~3月内的既往原发感染,但HCMV-DNA测定中有9例样本阳性,表明继发感染中可能存在新毒株再次感染使HCMV-DNA可被检出。孕产史不良孕妇组中38例HCMV-DNA阳性,其中一例HCMV-IgM阴性,提示患者可能处于HCMV感染窗口期,抗体还未出现,但HCMV-DNA已可检测出。因此,采用HCMV-DNA检测早期感染患者可以避免窗口期漏检。另外,Revolle等[5]报道,有免疫能力的孕妇,一般只在原发感染时发生病毒血症,在感染后的数月内,其外周血可以检测到病毒DNA。在病毒血症期间,母体受HCMV感染的白细胞可携带病毒并随血液循环传播病毒。孕妇HCMV继发感染时,外周血中检测不到病毒DNA。本文中,孕产史不良孕妇A组中,亲和力指数试验表明80例样本中有24例存在原发感染及1~3月内的既往原发感染,但HCMV-DNA测定中有21例样本阳性,进一步证明了上述观点。同时,应用RT-PCR的方法检测孕妇血中病毒DNA,结果阳性还可表明存在HCMV活动性感染。
综上所述,荧光定量PCR检测可以准确的反映出患者体内HCMV感染及其病毒复制情况,通过病毒复制判断感染的严重程度,指导临床用药和疗效观察[6]。结合HCMV-IgG亲和力指数测定,能很好的反映孕妇是否存在原发感染及活动性感染这些危险因素,从而给临床提供早期诊断和预防胎儿先天畸形的有力依据。
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