霉菌抑制论文 篇1
1 常见的霉菌和霉菌毒素
霉菌通常污染饲料或饲料原料, 在其中生长并产生二级代谢产物———霉菌毒素。产毒霉菌主要有三个属:曲霉菌、青霉菌和镰刀菌, 而霉菌毒素目前已发现超过350种。常见的霉菌毒素有黄曲霉毒素 (AF) 、玉米赤霉烯酮 (ZEA) 、T-2毒素、呕吐毒素 (DON) 、赭曲霉毒素 (OT) 、烟曲霉毒素 (FUM) 等。其中对猪危害最大的是黄曲霉毒素、玉米赤霉烯酮和呕吐毒素。家禽饲料中, 自然状况下发生率最高且致害作用最严重的是黄曲霉毒素和单端孢霉烯族毒素。因为反刍动物的瘤胃能够分解部分霉菌毒素, 因此危害相对较小。霉菌毒素也可通过食物链引起人的发病。
霉菌的生长与产毒需要一定的温度和湿度条件, 因而不同的地区、不同的季节、不同饲料的种类和含水量, 饲料中霉菌毒素的污染情况也有所不同。黄曲霉毒素和烟曲霉毒素适合于温热的气候, 而在寒冷高湿的寒带常见的霉菌毒素有赭曲霉毒素、玉米赤霉毒素、呕吐毒素、T-2毒素等。不同饲料原料中霉菌毒素污染情况不同, 王若军等 (2003) 调查表明, 玉米 (能量饲料) 以呕吐霉素、烟曲霉毒素和玉米赤霉烯酮为重, 而蛋白饲料中呕吐霉素、烟曲霉毒素、玉米赤霉烯酮、黄曲霉毒素和T-2毒素的污染程度均较重。对2006年第四季度中国饲料的检测结果表明, 玉米与配合饲料中的主要污染物是ZEA、DON及FUM, 比较关注的AF含量则并不高。
2 霉菌毒素引起免疫抑制的机理
能引起免疫抑制的霉菌毒素主要有AF、单端孢霉烯族毒素 (DON、T-2毒素、HT-2毒素、葡萄穗霉菌毒素) 、OT和伏马毒素。不同霉菌毒素引起的免疫抑制机理及对动物的影响不尽相同。
2.1 抑制蛋白质和DNA合成
AF通过与DNA和RNA结合抑制其合成, 引起胸腺发育不良和萎缩, 影响肝脏和巨噬细胞的功能。黄曲霉毒素和单端孢霉烯族毒素 (包括T-2与DON) 能够抑制蛋白质和DNA合成, T-2毒素主要作用于细胞分裂旺盛的组织器官, 如肝脏、胸腺、骨髓、脾脏、淋巴结等。DON对生长较快的细胞如:胃肠道黏膜细胞、淋巴细胞、胸腺细胞、脾细胞、骨髓造血细胞等均有损伤作用。霉菌毒素也有致癌作用。
2.2 降低细胞免疫和体液免疫功能
AF是引起免疫抑制较强的毒素, 0.025毫克/千克的AFT即可引起动物免疫机能抑制。AF主要作用于细胞免疫, 体外试验表明, AF能减低巨噬细胞吞噬细菌的能力。赭曲霉毒素A (OTA) 可以降低抗体产量, 影响体液免疫, 并引起颗粒细胞吞噬作用和细胞免疫能力下降。
2.3 诱导程序性细胞死亡 (细胞凋亡)
霉菌毒素通过直接影响关键的酶或通过改变细胞中抗氧化剂与氧化剂之间的平衡, 尤其是降低还原谷胱甘肽的浓度, 来激发细胞程序化死亡, 引起细胞收缩、核固缩。OTA可以阻止体外淋巴细胞增殖, 并导致人类淋巴细胞凋亡。DON还可作用于骨髓造血干细胞产生细胞毒性, 作用于T、B细胞而产生免疫毒性作用, 抑制或增加程序性细胞的死亡。
2.4 间接抑制免疫
霉菌毒素也可通过其他毒性间接抑制免疫系统。如T-2激活内分泌系统, 在应激状态下促使皮质固醇的释放, 间接地抑制免疫功能。DON可通过神经毒性间接抑制免疫系统。ZEA导致雌激素分泌失调, 进而影响免疫器官机能的调节。
3 霉菌毒素引起免疫抑制的临床表现
3.1 对传染病的易感性增加
霉菌毒素中毒会导致免疫抑制而引发条件性病原菌的感染, 甚至一些对健康动物不具感染力的病原也会因霉菌毒素中毒而发病。早在20世纪60年代研究火鸡X-病时就发现, 感染的动物不仅仅会受到黄曲霉毒素中毒的伤害, 而且能并发感染其他多种病原, 如沙门氏菌和大肠杆菌。据袁慧等专家研究表明, 亚临床水平的霉菌毒素对猪造成的免疫抑制, 引起机体抗病力下降, 导致猪对猪瘟、流感、大肠杆菌病、附红细胞体病等三十多种疾病易感, 发病率升高。很多病例是在正常免疫后发生的。
3.2 降低生产效率
试验表明T-2毒素添加到4.5和13.5毫克/千克时, 肉鸡耗料量和增重均下降。污染了霉菌毒素的饲料会危害畜禽的生长、产奶量、产蛋量、繁殖力和免疫力。在畜牧业生产中, 霉菌毒素中毒的动物所表现的临床症状不尽相同, 主要有消化紊乱、采食量下降、被毛粗乱或羽毛异常、营养不良、生产力低下、流产、母畜发情不正常、公畜死精、混合感染多种疾病。其中一些症状可能是继发性的, 是由于霉菌毒素引起免疫抑制而使条件性病原菌感染而引发的疾病症状。因此, 症状的多样性导致诊断困难。Schiefer (1990) 认为, 当出现与霉菌毒素中毒症相似的症状且无法将出现的问题归咎于其他特定的原因时, 都应该考虑到霉菌毒素是造成动物生产及健康问题的可能原因。
4 霉菌毒素问题容易被忽视的原因
霉菌毒素引起的免疫抑制造成的损失非常严重, 除了因为症状多样难以诊断的原因外, 还有以下原因应该引起重视:
4.1 对免疫失败原因的分析
多数情况下, 免疫接种失败常被认为是因疫苗质量问题, 或接种过程有失误, 或是有强毒的攻击, 或是受到其他复杂的因素影响, 而因霉菌毒素中毒造成的免疫失败, 却常被人们忽视。但是事实上, 这种情况的发生比认知的更为严重。另外, 霉菌及霉菌毒素可以在不同温度范围内繁殖。人们通常认为仅在夏季高温、高湿季节才会有霉菌毒素的危害, 而最近几年的研究表明霉菌毒素对动物的危害是全年性的。
4.2 安全标准问题
只凭单项霉菌毒素含量超标与否来衡量饲料的安全性是片面的。饲料中往往是多种霉菌毒素共同存在。各霉菌毒素之间存在协同或相加作用, 会使毒性增加。饲喂被自然霉菌毒素污染的谷物饲料的毒性远远大于饲喂含相同剂量的人工提纯的霉菌毒素, 这可能由于霉菌毒素之间产生的协同作用。饲料中呕吐霉素 (11.5PPM) 与玉米赤霉毒素 (3PPM) 对母猪产生的毒害作用是相加的, 共存时的毒性作用大于单独存在时的毒性作用。因此, 仅仅检测饲料中某一种霉菌毒素是否超标并不能判定它的危害性。
另外, 因采样的随机性, 样品的检测结果并不能代表某批饲料的饲料安全和总体被霉菌污染的情况, 更不能代表检测后该批饲料霉菌增殖与再污染的情况。畜牧生产中存在很多不确定的因素, 安全标准问题有待于进一步探讨。
4.3 预防饲料中霉菌及霉菌毒素产生的问题
预防饲料霉菌毒素中毒的关键, 一是预防饲料霉变及产生霉菌毒素, 二是霉菌毒素产生以后的脱毒。但是使用一些脱毒剂去毒的效果还不确实, 又增加了成本。因此, 最根本的预防措施应该是加强饲料原料的生产、收获、加工、贮存等各个环节, 以预防饲料霉变为重点。
盘古牧业声明
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霉菌抑制论文 篇2
【关键词】小麦赤霉病；赤霉菌粗毒素；小麦种子；根长；芽长；抗病性
麦类赤霉病是麦类作物广泛发生的一种全球流行性毁灭性病害[1]。小麦感染赤霉病后，不仅减产严重，品质恶化，种用价值降低，而且由于病菌的代谢产物含有毒素，人畜食用后也会导致中毒。通过抗病品种选育和栽种可有效地防治该病。小麦对赤霉病抗性的田间鉴定难度较大、周期较长，我们通过观察记录室内小麦种子在赤霉菌粗毒素中的萌发情况来进行小麦对赤霉病抗性早期鉴定。
1 材料与方法
1.1 材料
在对大量小麦品系资源进行赤霉病抗性筛选后，选择抗性表现相对稳定、类型和来源不同的44个小麦品系作为供试材料（小麦品系由四川农业大学生核所提供），把小麦按照不同的种类依次编号，小麦品系从上往下进行编号（表1）。
1.2 方法
1.2.1 小麦赤霉病菌菌种的培养
禾谷镰刀菌菌株首先在PDA培养基上活化后，再接种到小麦培养基上培养。
赤霉菌产毒培养基有很多，陆鸣等[2]以小麦、大麦、玉米、稻米、黄豆为培养基进行产毒培养，结果表明禾谷镰刀菌毒素的主要组分脱氧雪腐镰刀菌烯醇（DON）[3]的含量以小麦培养基最高。所以小麦赤霉菌菌种经PDA培养基活化以后，在28℃的条件下接入小麦培养基中进行培养。
1.2.2 小麦赤霉菌粗毒素的制备
本次试验采用刘思衡等[4]（1989）用28℃培养30d的感病麦粒，经烘干粉碎后，100g干物加85%乙醇500ml浸泡24h，浸提2次，合并两次浸出液，过滤，滤液在60℃的水浴中蒸发收缩即得粗毒素。
1.2.3 配制25%的粗毒素原液
将提取出来的粗毒素作为浓度为100%的原液，用蒸馏水稀释成25%的粗毒素原液。
1.2.4 各个小麦品系的处理
将选取的小麦种子先放入0.1%的升汞中浸泡1～2min进行消毒处理，然后用蒸馏水将种子冲洗3～4遍，放入铺有无菌滤纸的无菌培养皿中，在25℃±2℃的培养箱中发芽。
1.2.5 粗毒素处理
根据具体试验的要求，此次试验设置了处理组和对照组两个部分，每个小麦品系处理组做3个培养皿，对照组做3个培养皿，每个培养皿中放置5粒种子。然后在处理组每个培养皿中加10ml 25%的小麦赤霉病粗毒素，对照组以10ml蒸馏水处理，同时在25℃下进行培养48h，以待观察、测定。
2.6 数据测定
将小麦种子在恒温箱中培养48h后，分别对小麦的根和芽的长度进行测定并做记录，其中每粒种子中选择3根最长的根来测量，若无芽或无根的种子，数据记为零。对原始数据进行处理后，求出各個小麦品系根和芽的平均生长长度。
2.7 抑制百分率的计算以及显著性检验
在对小麦品系根和芽的平均生长长度数据处理的基础上通过以下公式得到小麦赤霉病粗毒素对小麦芽和根的生长抑制率：
芽的生长抑制率=[1-（处理组芽的平均生长长度÷对照组芽的平均生长长度（CK）]×100%根的生长抑制率=[1-（处理组根的平均生长长度÷对照组根的平均生长长度（CK）]×100%
2 结果与分析
由表2可以看出不同的小麦品系的芽和根都不同程度地受到25%小麦赤霉病粗毒素的严重影响，但是因为品系不同，所以受其影响程度不同，其中对芽的影响小于等于50%的有3个品系，大于等于80%的有25个品系；25%小麦赤霉病粗毒素对根的影响小于等于50%的有2个品系，大于等于80%的有20个品系。从以上结果表明小麦的不同品系对DON的敏感程度不一，并且普遍对芽的抑制作用大于对根的抑制。
根据小麦芽和根的生长抑制率的处理结果，用SPSS软件进行差异显著性检验。经过SPSS软件处理后，结果如下所示：由表4中处理得数据，可以看出，各小麦品种间存在显著性差异。
3 讨论
3.1 本方法可以用于小麦抗赤霉病性的早期鉴定
通过以上数据表明：试验中不同抗性的小麦品种的种子对赤霉粗毒素的敏感程度差异性明显。赤霉菌粗毒素能抑制小麦胚芽鞘的伸长[5]，增加组织细胞的渗透性，引起质膜受伤害[6]，从而抑制了小麦种子的萌发生长。抗病品种耐毒性强，种子的根和芽受粗毒素抑制弱，感病品种耐毒性差，种子的根和芽受毒素抑制强。研究表明，赤霉菌的某些代谢物具有植物毒性，同该菌本身的致病性和品种的抗赤霉病性相联系，这些影响的大小可以作为小麦品种抗赤霉病性的生理指标，并建立相应的抗赤霉病性生物测定法，或用赤霉粗毒素作为选择压筛选抗赤霉病细胞突变体[7] 。该方法可用于小麦抗赤霉病性的早期鉴定。
3.2 小麦种子的抗性检测与田间抗性检测
对小麦抗病品种的研究，早在多年前Schroeder和Christensen就将小麦品种对赤霉病的抗性分为抗初侵染（resistance to initial infection type I）和抗扩展（resistance to spread type II）两种类型[8]。后来又发现了另外3种抗病类型[9]，即抗毒素累积（resistance to toxin accumulation）、种子抗性 （resistance to kernel infection）、耐病型tolerance。种子抗性是在植株的发病率和病小穗率较高的情况下，感病籽粒数较少。由于种子抗性和耐病（注：耐病类型是指：在相同环境下，与非耐病的材料相比，最初的病症没有显著差异，但是最后的产量有显著的差别）。两种抗性类型的划分在理论上以及鉴定操作上的合理性上不同，因此还存在一定的争议[9]。小麦种子抗性在小麦的抗性研究中只代表其中的一部分：即抗初侵染或者种子抗性。王裕中等[10]认为在生育期相似的品种间病穗率的差异显示了小麦品种对赤霉病有不同程度的抗侵染力，而品种间对病害反应级大小则显示了品种对病原菌抗扩展能力的强弱。所以种子抗性的检测和田间抗性的检测是针对小麦不同生育时期对小麦抗性的研究，所反映出来的状况也不相同，因此，对种子抗性的检测不能替换田间抗性的检测。
参考文献
[1]Wang JZ. Epide miology and management of wheat scabin China[A].In： Dubin H J， GilchristL，Reevesj，et al（eds）.Fusarium Head scab：globas tatus and future prospects[M].Mexico：CIMMYT，1996：97～105.
[2]陆鸣，王裕中，陈怀谷等.禾谷镰刀菌产毒素培养条件及粗毒素提取法[J].江苏农业学报，1992，8（1）：30-40.
[3]陆维忠，程顺和，王裕中.小麦赤霉病研究[M].北京科学出版社，2001：6.
[4]刘思衡，廖海林，潘祥华.应用赤霉病粗毒素测定小麦品种抗赤霉病的初步研究[J].福建农学院学报，1990，19（3）：300-304.
[5]王裕中，Miller JD.小麦品种对禾谷镰刀苗毒素的抗性研究.植物病理学报，1989，19（2）：105～108.
[6]薛国兴，张匀华等.小麦品种对赤霉病的抗性与抗病害扩展力的研究.植物病理学报，1988，10（2）：113～118.
[7]张炎，张翠兰，昊郁文.细胞培养筛选小麦抗赤霉病突变体.科学通报，1991（3）：6～219.
[8]姚金保，陆维忠.中国小麦抗赤霉病育种研究进展[J].江苏农业学报，2000，16（4）：242-248.
[9] Miller JD， Young JC and Sampson . Deoxynivalenol and FHB resistance in spring cereals[]].Phytopathol， 1985（113）：359-367.
[10]王裕中等.小麦赤霉病鉴定技术的改进及其抗原的开拓[J].中国农业科学，1982，4：26-29.
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